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ENSAIOS

Fitoplâncton
Zooplâncton
Clorofilas
Microscistinas

Ensaios em águas brutas e tratadas, em lamas de ETAR´s e resíduos insdustriais

Pesquisa de Fitoplâncton . Verifica a ocorrência das principais espécies de fitoplâncton em amostras de água. As amostras, depois de fixadas com uma solução de lugol, sedimentam em câmara de sedimentação de 25 ml, durante 24 horas. A pesquisa faz-se em microscópio invertido (ref. Standard Methods – 10200 A–D).

Quantificação e Identificação de Fitoplâncton. Quantifica e identifica por espécie o fitoplâncton existente em amostras de água. As amostras, depois de fixadas com uma solução de lugol, ficam a sedimentar em câmara de sedimentação de 25 ml, durante 24 horas. A quantificação faz-se em microscópio invertido com uma ampliação de, pelo menos, 400 vezes. O método de quantificação é o de transeptos, utilizando-se, pelo menos, dois transeptos que percorram o diâmetro da câmara. As formas fitoplanctónicas são identificadas até à espécie, sempre que possível. Os resultados são expressos em número de células por mililitro. (ref. Standard Methods – 10200 A–F Fitoplâncton).

Avaliação da eficiência das ETA'S na remoção de Fitoplâncton. A partir de ensaios a águas brutas, águas de entrada, águas de saída e em pontos intermédios do tratamento, realiza-se uma análise estatística dos resultados, determinando a eficiência da ETA na remoção das espécies fitoplânctónicas.

Pesquisa de Zooplâncton . Verifica a ocorrência das principais espécies de zooplâncton em amostras de água. As amostras, depois de fixadas com uma solução de formol açucarado, sedimentam em câmara de sedimentação de 25 ml, durante 24 horas. A pesquisa faz-se em microscópio invertido (ref. Standard Methods – 10200 A–D).

Quantificação e Identificação de Zooplâncton. Quantifica e identifica por espécie o zooplâncton existente em amostras de água. Para se proceder à identificação e quantificação dos Protozoários e dos Rotifera, depois de bem homogeneizada a amostra, retiram-se sub-amostras que posteriormente são colocadas em câmaras de sedimentação de 25ml durante 24 horas. São identificados e quantificados todos os organismos presentes na placa basal da câmara, usando um microscópio invertido. Os Cladocera e os Copepoda são identificados e quantificados, com o auxílio de uma lupa binocular e de um microscópio óptico. Os resultados são apresentados em nº de indivíduos /m³(ref. Standard Methods – 10200 G Zooplâncton).

Quantificação de Clorofila Extracção de clorofila a partir de amostras concentradas de fitoplâncton, quantificando-se a clorofila a e feopigmentos. A amostra é filtrada em filtro de fibra de vidro GF/C. A clorofila contida no material assim concentrado no filtro é extraída com acetona a 90%, acidificada e quantificada em espectrofotómetro após 8-20 horas da extracção no frio. Os valores são calculados pelas equações de Lorenzen (1967). Os valores são expressos em microgramas de clorofila a por litro. (ref: norma NP 4327:1996).

Quantificação de microcistinas pelo método de ELISA. Em amostras de água e em organismos. É utilizado o método de ELISA, que se baseia na elevada especificidade que os anticorpos policlonais possuem relativamente à microcistina LR MCYST-LR. Os resultados são expressos em µg/l. O limite de detecção é de 0,1 µg/l.

Análise de parasitas na água (Giardia e Cryptosporidium) A amostra é filtrada em filtros de membrana que são, posteriormente, incubados com soluções de anticorpos monoclonais. Depois de devidamente tratadas, as membranas são observadas em microscopia de epi-flurescêncoia, com uma ampliação de 200x, identificando-se os cistos de Giardia e os oocistos de Cryptosporidium. Os resultados são apresentados em número de indivíduos por mililitro (ind./ml). É feito um controlo positivo com antígénio positivo (controlo positivo) de modo a verificar o desempenho formal dos reagentes. O controlo negativo é feito usando água ultrapura.

Ensaios de toxicidade

Podem ser aplicados em amostras de água, de lamas de ETAR e em resíduos industriais. A partir da determinação do coeficiente de letalidade a 50% dos organismos utilizados no ensaio, é possível calcular o grau de toxicidade da amostra.

Ensaio de Toxicidade Aguda CL₅₀ com Daphnia magna. Determinação da concentração que provoca letalidade a 50% de organismos da espécie Daphnia magna ao fim de 24 e/ou 48 horas (CL 50). O ensaio realiza-se segundo a norma EPA (Environmemtal Protection Agency, USA), usando como água de diluição e controlo um meio reconstituído designado na norma como ASTM “ água dura”. O ensaio decorreu em sala climatizada (20ºC), com fotoperíodo de 16 horas de luz; 8 horas de escuro. São utilizados 20 organismos por cada concentração, expostos durante 48 horas em grupos de 5 a várias concentrações do elutriado, utiliza-se 100 ml como volume de teste. São utilizados juvenis com mais de 6 horas e menos de 24 horas de idade. O parâmetro indicativo de toxicidade utilizado é a morte, reconhecida pela imobilidade dos juvenis durante 15 segundos quando submetidos a estímulo luminoso. A partir do número de mortes observado nas várias concentrações de elutriado é determinado o valor de Concentração Letal a 50% (CL50) pelo método probite.

Ensaio de Toxicidade Aguda, CL₅₀, com Artemia. Determinação da concentração que provoca letalidade a 50% de organismos da espécie Artemia sp. ao fim de 24 e/ou 48 horas (CL 50). Pode ser aplicado em amostras de água, de lamas de ETAR e em outros resíduos

Ensaio de Toxicidade Aguda, CI₅₀, com algas. Determinação da concentração que provoca 50% de inibição do crescimento de algas verdes ao fim de 96 horas horas (CE 50). Pode ser aplicado em amostras de água, de lamas de ETAR e em outros resíduos

Ensaio de Toxicidade Aguda, CL₅₀, com peixes. Determinação da concentração que provoca letalidade a 50% de organismos da espécie Danio rerio ao fim de 72 horas (CL 50). Pode ser aplicado em amostras de água, de lamas de ETAR e em outros resíduos

Ensaio de Toxicidade Aguda, CI₅₀, com sementes. Determinação da concentração que provoca 50% de inibição da germinação de sementes de alface ao fim de 5 dias (CE 50). Pode ser aplicado em amostras de água, de lamas de ETAR e em outros resíduos bem como em solos.

Índices Bióticos

O método baseia-se na abundância e na diversidade específica da comunidade e nas diferentes sensibilidades reveladas por alguns grupos da microfauna aos factores físico-químicos prevalecentes no sistema

Avaliação da microfauna em lamas de ETAR’S

Calculo do SBI (Sludge Biotic Index) - Madoni (1994)

Procedimento que permite avaliar a qualidade de lamas e o seu nível de actividade biológica, pela avaliação das microfauna. Este ensaio proporciona informação útil sobre o estado de funcionamento de uma ETAR e, consequentemente, sobre a sua eficiência.

Determinação de índices bióticos com macroinvertebrados. O estudo dos organismos presentes num dado local permite-nos estabelecer um diagnóstico da qualidade biológica da água desse local. Este diagnóstico fornece uma informação mais rigorosa do que as análises físico-químicas pois tem em conta os efeitos acumulados, passados e presentes, enquanto que aquelas apenas se aplicam ao momento de amostragem